بهینه سازی تخریب و حذف سلولهای بنیادی عصبی ناحیه ساب ونتریکولار مغز موش بالغ با استفاده از داروی ضد میتوزی Ara-C

خلاصه فارسی

مقدمه: سلولهای بنیادی عصبی از دیواره های محور بطنی مغز پستانداران منشأ می گیرند. این سلولها با تقسیم های مکرر هم خود نوزایی کرده و هم نسلهای اجدادی سلولهای پایین دست خود را به وجود می آورتد. تلاش محققین برای تخریب سلولهای بنیادی عصبی خاموش بوسیله عوامل ضد میتوزی نظیر سیترابایین (آرا - سی) ناکام بوده است. در این مطالعه با فرض ایجاد وقفه زمانی در بین پارادیم های مختلف زمانی انفوزیون داخل بطنی سیترابایین، میزان تخریب سلولی سلولهای بنیادی عصبی خاموش کنام ناحیه زیر بطنی به روشهای مختلف سنجیده می شود. روشها: در مرحله اول مطالعه ، 45 سر موش 5 هفته ای نژاد C57-BL6 بطور تصادفی به گروههای کنترل ،شم(برای تزریق حلال) و آزمایش تقسیم شدند. پس از بیهوشی در زیر دستگاه استریو تاکس، کانول کیت مغزی 3 در بطن جانبی راست مغز موشهای گروههای آزمایش و شم قرار داده شد. کانول این کیت به پمپ اسمزی کوچک حاوی سیترابایین و حلال آن که در زیر پوست ناحیه پشت موشها کاشته شده بود وصل گردید. در این مطالعه موشهای گروه های آزمایش به مدت 1- یک هفته 2- دو هفته 3- دو هفته با وقفه زمانی 6 ساعت پس از اتمام هفته اول 4- دو هفته با وقفه زمانی 12 ساعت پس از اتمام هفته اول به درون بطن جانبی داروی سیترابایین تزریق گردید. حیوانات گروههای آزمایش بلافاصله و یک هفته پس از اتمام دوره تیمار کشته شده وسمت راست و چپ ناحیه زیر بطنی مغز بطور جداگانه کشت گردیده، نورسفر های حاصله شمارش و سلولهای حاصله تا هفت نسل پاساژ داده شد. در مرحله دوم 15 سر موش را مطابق گروه 3 آزمایش مطالعه، با سیترابایین تیمار گردید برای بررسی وجود سلولهای بنیادی عصبی از روش کولونی فرم و ایمونوهیستوشیمی بلافاصله و یک هفته پس از اتمام تیمار با دارو استفاده گردید. نتایج: تشکیل نوروسفر در تمام گروههای که بلافاصله پس از اتمام تیمار با سیترابایین کشته شدند به طور چشمگیری کاهش یافت. کاهش در تشکیل نوروسفر درگروههای 3 و 4 بارزتر و معنی دارتر بود. نکته جالب توجه این است که یک هفته پس از تزریق سیترابایین ، تشکیل نوروسفر برای رسیدن به گروه کنترل بهبود یافته که دلالت بر حضور سلولهای بنیادی عصبی خاموش در بافت ناحیه زیر بطنی دارد. بطور غیر منتظره ای ، استفاده از روش کولونی فرم پس از تیمار با سیترابایین با پارادیم زمانی گروه 3 آزمایش که به عنوان مؤثرترین روش تخریب انتخاب شده بود نشان داد هیچ کولونی مشتق از سلول بنیادی عصبی (بزرگتر از 2 میلی متر) حتی در گروه یک هفته ای پس از اتمام تیمار با سیترابایین تشکیل نشده است. با این حال پس از پاساژ های سلولی پشت سرهم کولونی های بزرگتر و توانایی ایجاد نسل های جدید سلولی دلالت بر نشانه مجددی از وجود سلولهای بنیادی می باشد. نتایج روش ایمونوهیستوشیمی نیز داده های روش های دیگر را تایید میکند. نتیجه گیری: نتایج این مطالعه نشان می دهد که پارادایم تخریب سلولی با وقفه زمانی در بین تیمار با سیترابایین در تخریب سلولهای بنیادی عصبی در ناحیه زیر بطنی موثرتر بوده اما کنام ناحیه زیر بطنی بوسیله تکثیر سلولهای بنیادی عصبی باقی مانده و یا از یک منبع سلولی ناشناخته موجب تجدید جمعیت این سلولها می گردد.

عنوان انگليسی

Depletion of Neural Stem Cells from the Sub-Ventricular Zone of Adult Mouse Brain Using Cytarabine

خلاصه انگلیسی

Introduction: Neural stem cells (NSCs) reside along the ventricular axis of the mammalian brain. They divide infrequently to maintain themselves and the down-stream progenitors. Due to the quiescent property of NSCs, attempts to deplete these cells using anti-mitotic agents such as Cytarabine (Ara-C) have not been successful. We hypothesized that implementing infusion gaps in Ara-C kill paradigms would recruit the quiescent NSCs and subsequently eliminate them from their niches in the subventricular zone (SVZ). Methods: At the beginning of the study, Five weeks old male C57-BL6 mice (N=45) were randomly divided into control, sham (vehicle) and experimental groups. Under stereotaxic inserted a cannula of a brain kit 3 in right side of lateral ventricle and cannula was attached via a connecting tube to an osmotic mini-pump. We infused Ara-C 2% and vehicle in the right lateral ventricle of adult mice brain using four different paradigms: 1- one-week, 2- two-weeks, 3,4- two-weeks with an infusion gap of 6 and 12 hours on day seven. Animals from the experimental groups were sacrificed immediately or one week after the completion of Ara-C treatment then right and left side of SVZ cultured separately by neurospher assay method. In second step animal treated by two-weeks with 6 hour an infusion gap on day seven paradigms then sacrificed immediately or one week after the completion of Ara-C treatment for neural colony forming assay and immunohistochemistry method. Result: Neurosphere formation dramatically decreased in all paradigms immediately after Ara-C infusion. Reduction in neurosphere formation was more pronounced in the 3rd and 4th paradigms. Interestingly one week after Ara-C infusion, neurosphere formation recovered towards control values implying the presence of bona fide NSCs in the harvested SVZ tissue. 105 Unexpectedly, neural colony forming cell assay (N-CFCA) in the 3rd paradigm, as one of the most effective paradigms, did not result in formation of bona fide NSC-derived colonies (colonies >2 mm) even from SVZs harvested one week after completion of Ara-C infusion. However, formation of big colonies with serial passaging capability, again confirmed the presence of bona fide NSCs. Immunohistochemistry analysis also confirms other data of our sudy. Conclusion: Our study data suggest that Ara-C kill paradigms with infusion gaps deplete NSCs in the SVZ more efficiently but the niches would repopulate from the remaining NSCs or from an unidentified cell source.

Document Downloads